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SMOBIO/[QP2510] Q-PAGE™ Bis-Tris Precast Gel (Mini, 12 wells, 4-12%), 10 gels/Mini, 12 wells, 4-12%), 10 gels</span>
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SMOBIO/[QP2510] Q-PAGE™ Bis-Tris Precast Gel (Mini, 12 wells, 4-12%), 10 gels/Mini, 12 wells, 4-12%), 10 gels
品牌 / 
SMOBIO
货号 / 
QP2510
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数    量:
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4000-520-616

 

Description 

Q-PAGE™ Bis-Tris Precast Gel is a high-performance and easy to use precast polyacrylamide gel for electrophoresis in Bis-Tris buffer system (MOPS or MES). The optimized gel formula allows Q-PAGE™ Bis-Tris Precast Gel to show improved resolution, accurate results, and an extended shelf-life over conventional Tris-Glycine gels. 

Q-PAGE™ Bis-Tris Precast Gels are available in gradient (4 to 12%) and fixed (8% and 12%) concentrations of polyacrylamide in 12-and 15-well formats. Two available cassette sizes, Mini (10 x 8.3 cm) and Midi (10 x 10 cm), are compatible with most popular protein electrophoresis systems. Q-PAGE™ Mini (QP2XXX) Gels are suitable for Bio-Rad® and other systems. Q-PAGE™ Midi (QP3XXX) Gels are suitable for Invitrogen® XCell SureLock® Mini-Cell, Invitrogen® Mini Gel Tank, Hoefer SE260, and other systems. 

Key Features

  • User-friendly gel cassette:

    • Numbered and framed wells for sample loading

    • Labeled warning sign and green tape as reminder

  • Enhanced gel performance: 

    • Enhanced band sharpness

    • Better resolution of small proteins 

    • Stable for shipping at ambient temperature

  • Easy compatibility: 

    • Available as homogeneous and adjusted gradient gels for a wide range of protein separation.

    • Compatible with most popular protein electrophoresis systems 

Storage and stability

Store Q-PAGE™ Precast Gels at 4°C for periods up to 12 months.

Do not freeze Q-PAGE™ Precast Gels. Remove tape and comb before electrophoresis. 

  

Technical

Clear and sharp bands, high resolution

Q-PAGE™ Bis-Tris Precast Gel shows high resolution of protein separation.

 

QP2510 Specifications

Gel

Bis-Tris

Buffer systems

MOPS and MES

Features

Clear and sharp bands,

high resolution

Cassette size

Mini Gel

(10 X 8.3 cm)

Gel dimensions

 

8.1 x 7.4 x 0.1 cm

(W x L x thickness) cm

Electrophoresis system

Bio-Rad systems

Well format &

Capacity

12 wells,

25 μl/well

Gel percentage

4-12 %

Accessory tray

Production description

Tip card

Gel remover

Cassette opener

  

Manual

Manual_Q-PAGE™ Bis-Tris Precast Gel, Mini

SDS

SDS_Q-PAGE™ Precast Gel

Migration pattern

 
 

Setting Up and Running Q-PAGE™ Mini Precast Gel

 

 
 

Removing Q-PAGE Mini Gel from cassette

 
 

Setting up gel/membrane sandwich for Western transfer

 

 

Recommendations/Tips for Gel Running

1. Remove comb and tape before adaption. 2. Use fresh 1X running buffer for the inner cathode chamber. 3. Do not use Tris-Glycine running buffer for Q-PAGE™ Bis-Tris Precast Gels. 4. Rinse the wells before sample loading. 

Sample Preparation for SDS-PAGE

1.      Mix protein sample with 2X sample buffer. 

2.      Heat the diluted samples at 95°C for 5 min or at 70°C for 10 min.

3.      Cool the diluted samples to 4°C and spin down the water condensed on tube surface. (If there is high viscosity part at bottom of tube, transfer supernatant to a new tube.)

 

Prepare Q-PAGE™ for Sample Loading

1.Open the blister tray of Q-PAGE™ Precast Gel.

2.Briefly rinse the gel cassette with ddH2O.

3.Remove tape and comb; avoid squeezing the gel.

4.Adapt Q-PAGE™ to electrophoresis system; instruction are provided below. (BioRad Mini-PROTEAN® Core Electrophoresis System is recommended.) 

5.Use a pipette to gently wash the wells with running buffer to remove residual storage buffer. 

6.Fill the wells with running buffer prior to sample loading. 

7.Load samples and pre-stained protein marker into numbered wells.

8.Fill both inner and outer chambers with running buffer to the highest level. Ensure gel wells are completely covered. 

 Power Setting for Running Q-PAGE™

Optimize the voltage and running time if needed.

 

130 V

180 V

230 V*2

Running Time*1

45-60 mins

25-40 mins

15-30 mins

Expected Current

Initial (per gel)

Final (per gel)

 

60-70 mA

20-25 mA

 

100-110 mA

40-50 mA

 

130-140 mA

60-70 mA

Expected temperature

25-30°C

25-35 °C

35-45°C

*1 Set voltage higher than 100 V is recommended.

*2 For higher voltage conditions, please use fresh running buffer for inner and outer chambers.

*3 Running time varies depending on gel percentage, running buffer, temperature, and power supply

Remove Q-PAGE™ Gel from Cassette

Open cassette immediately after electrophoresis. Avoid gel drying.

1.Insert the cassette opener into corners of cassette. 

2.Sequentially pry the opener to separate the two plates. 

3.Gently pull two plates apart from the top of cassette.

4.Carefully detach the gel either from the bottom of gel or the top side of the cassette.

-Avoid diagonally peeling the gel from the corner.

       -Use water to help gel detachment if it needed

5.Gently remove the gel for further staining or Western blotting. 

 

Gel Staining  Proteins separated using Q-PAGE™ Precast Gels can be further stained with most popular staining reagents, such as Coomassie dyes (R-250 or G-250), Silver-stain solution, and FluoroStain™ Protein Fluorescent Staining Dye. (Cat. No. PS1000)  
Transferring Protein from Q-PAGE™ to Blotting Membrane 1. After protein separation using Q-PAGE™, gently detach QPAGE™ from cassette and then equilibrate the gel in transfer buffer. 2. Pre-soak blotting membrane and filter papers in transfer buffer.          3. Assemble transfer sandwich by orientating cathode, sponge, filter papers, gel, membrane, filter papers, sponge, and anode. The protein goes to the direction of cathode to anode. 4. Carefully move roller over the gel/membrane to remove air bubbles and excess buffer until complete contact is established. 5. Insert transfer cassette into transfer module. Notice that black side of cassette should be next to black side of module. 6. Fill transfer tank with pre-cooled transfer buffer to the highest water level. 7. Set constant voltage at 100 V. Transfer for 90 minutes at low temperature condition. Pre-stained protein marker should be visible on the membrane after transfer is completed.     Transfer of proteins to the membrane can be checked using Ponceau S staining before blocking step. 
Supplemental Information for Using Q-PAGE™ Precast Gel  
Adapting Q-PAGE™ Mini Precast Gel to BioRad Mini-PROTEAN® Core 1. After removing comb and tape, place the Q-PAGE™ Mini Precast Gel with notched plate facing toward inner chamber.  2. Align the notched plate to ensure the edge sits just below the notch at the top of green gasket.  3. Gently press gel cassette toward green gasket and then lock gel cassette with two green arms. Avoid squeezing the cassette and gel. 
4. Fill inner chamber with running buffer to check tightness of seal. If necessary, reassemble and check the seal again. 5. Fill inner chamber with running buffer to ensure gel wells are completely covered. 6. Fill outer chamber with running buffer to the highest level. 
Adapting Q-PAGE™ Mini Precast Gels to other electrophoresis system, please follow the manufacturer’s instruction. 
Buffer recipes 
2X sample buffer with reducing agent  62.5 mM Tris-HCl pH 6.8, 2% SDS, 25% (v/v) glycerol, 0.01% bromophenol blue, 5% β-mercaptoethanol or 100 mM DTT (added fresh) 
10X MOPS running buffer 60.6 g Tris base, 104.6 g MOPS, 10.0 g SDS, 3.0 g EDTA.  Bring up the volume to 1 L with ddH2O. 
10X MES running buffer 60.6 g Tris base, 97.6 g MES, 10.0 g SDS, 3.0 g EDTA.  Bring up the volume to 1 L with ddH2O. 
1X running buffer Dilute 100 ml 10X running buffer with 900 ml ddH2O. 
10X transfer buffer 30.0 g Tris base, 144.0 g Glycine. Bring up the volume to 1 L with ddH2O. 
1X transfer buffer *Cool 1X transfer buffer to 4°C before using. Dilute 100 ml 10X transfer buffer with 200 ml methanol and 700 ml ddH2O. **Add SDS to 0.1% to promote transfer of high molecular weight proteins.  

 

Troubleshooting Guidelines

Problem

Possible Cause

Suggested Solution

Well deformation

Pull one side of comb out of cassette.

Smoothly pull the comb straight out of the cassette.

Bubbles between gel and cassette

Gel has been frozen or stored at wrong temperature.

Store Q-PAGE Precast Gels at 4°C.

Buffer leaking from the inner chamber

Untight assembly of gels to the electrode modules

Reassemble Q-PAGE gels into the electrodemodules.

Fill outer chamber with 1X running buffer to thehighest level.

Samples do not sink into the wells.

Residual gel storage buffer in the wells

Rinse the gel wells with ddH2O or 1X running bufferbefore loading.

Insufficient sample buffer

Use more sample buffer to prepare samples.

Current is zero and sample do not migrate into gel

Tape at bottom of gel not removed

Remove tape

Gels run faster or more slowly than expected.

Incorrect running buffer

Check buffer composition.

Use fresh 1X running buffer for inner chamber.

Crooked bands at middle or bottom of gel

Gel has been frozen or stored at wrong temperature.

Store Q-PAGE Precast Gels at 4°C.

Incorrect running buffer

Check buffer composition.

Use fresh 1X running buffer for inner chamber.

Band pattern curves toward one or both sides of gel.

Buffer leaking from the inner chamber

Check assembly of gels into the electrode modules.

Excessive heating of gel

Check buffer composition. Or dilute running bufferto 0.5-0.75X.

Do not exceed recommended running conditions.

Insufficient buffer in inner or outer buffer chamber

Fill inner and outer chambers to completely covergel wells.

Poor resolution or fuzzy bands

Excessive heating of gel

Check buffer composition.

Do not exceed recommended running conditions.

Incorrect running buffer

Check buffer composition.

Bands are missing on the membrane after Westerntransferring.

Proteins move in the wrong direction

Check the order of gel/membrane sandwich assembly,the direction of transfer cassette in transfer modules, and the polarity ofconnections to power supply.

Swirls or missing bands; bands trail off in multipledirections on the membrane after Western transferring.

Contact between the membrane and the gel was poor;Air bubbles or excess buffer remains between the blotting membrane andthe gel. 

Use thicker/more filter paper in the gel/membranesandwich

Remove air bubbles and excess buffer betweengel and membrane by carefully moving the roller over the membrane.

Apparent molecular sizes of prestained proteinmarkers are different as indicated.

Prestained protein markers used have not beencalibrated for use with Q-PAGE gels. Dyes for staining protein markers affect themigration patterns of prestained proteins in different buffer systems.

Calibrate prestained protein markers againstunstained proteins of known size or use SMOBIO’s ExcelBand™ Protein Markers.

 Q-PAGE™ Precast Gel 

Gel Type

Bis-Tris

TGN (Tris-Glycine-Novel)

Buffer systems

MOPS and MES

Tris-Glycine (Laemmli)

Features

Clear and sharp bands, high resolution

Quick running, clear bands

Cassette size

Mini Gel(10 x 8.3 cm)

Midi Gel(10 X 10 cm)

Mini Gel(10 x 8.3 cm)

Midi Gel(10 X 10 cm)

Electrophoresis system

Bio-Rad systems

Mini Gel Tank

Xcell SureLock,

Hoefer SE260

Bio-Rad systems

Mini Gel Tank

Xcell SureLock,

Hoefer SE260

Well format &

Capacity

12 wells,  25 μl/well

15 wells,22 μl/well

12 wells, 40 μl/well

15 wells, 28 μl/well

12 wells,  25 μl/well

15 wells,  22 μl/well

12 wells,  40 μl/well

15 wells,  28 μl/well

Gel percentage/

Cat. No.

8%

8%

8%

8%

10%

10%

10%

10%

QP2110

QP2120

QP3110

QP3120

QP4210

QP4220

QP5210

QP5220

12%

12%

12%

12%

4-15%

4-15%

4-15%

4-15%

QP2310

QP2320

QP3310

QP3320

QP4510

QP4520

QP5510

QP5520

4-12%

4-12%

4-12%

4-12%

 

 

 

 

QP2510

QP2520

QP3510

QP3520

 

 

 

 

Odoo - Sample 1 for three columns

ExcelBand™ Protein Markers

  • Ready-to-use— premixed with a loading buffer for direct loading, no need to boil

  • Broad range310 kDa to 5 kDa

  • Pre-stained bands for monitoring protein separation during electrophoresis and Western blotting transferring efficiency on membrane

  • Enhanced bands— for quick reference

Odoo - Sample 3 for three columns

YesBlot™ Western Marker I

  • Ready-to-use — no need of mixing or heating before sample loading

  • Direct visualization — 10 IgG-binding proteins for direct visualization on Western blots

  • Pre-stained bands — 4 pre-stained proteins for monitoring protein separation during electrophoresis and Western blotting transferring efficiency on membrane

  • Wide range — 10 clear bands from 15 to 200 kDa for size estimation

  • Quick reference — two enhanced bands (30 and 80 kDa)

Odoo - Sample 3 for three columns

FluoroStain™ Protein Fluorescent Staining Dye

  • Compatible to MASS analysis — compatible to the analysis of mass spectra, such as LC-MS/MS, MALDI-TOF, and etc.

  • High sensitivity — detection level achieve ~3 ng, similar to silver staining

  • Substitution of the Coomassie Blue protein staining method

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活体动物体内光学成像主要采用生物发光与荧光两种技术。生物发光是用荧光素酶基因(Luciferase)标记细胞或 DNA,而荧光技术则采用绿色荧光蛋白、红色荧光蛋白等荧光报告基因和 FITC、Cy5、Cy7 等荧光素及量子点 (quantumdot,QD) 进行标记。 小动物活体成像技术是采用高灵敏度制冷 CCD 配合特制的成像暗箱和图像处理软件,使得可以直接监控活体生物体内的细胞活动和基因行为 查看更多>
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活体动物体内光学成像主要采用生物发光与荧光两种技术。生物发光是用荧光素酶基因标记细胞或 DNA,而荧光技术则采用荧光报告基团(GFP、RFP, Cy5 及 Cy7 等)进行标记。科学家借此可以观测活体动物体内肿瘤的生长及转移、感染性疾病发展过程、特定基因的表达等生物学过程。所以说该技术是伴随着背部薄化、背照射冷 CCD 的产生而产生,并随着该 CCD 技术的发展而发展。 查看更多>
一、技术原理 1. 标记原理 活体荧光成像技术主要有三种标记方法。 ① 荧光蛋白标记:荧光蛋白适用于标记细胞、病毒、基因等,通常使用的是 GFP、EGFP、RFP(DsRed)等; ② 荧光染料标记:荧光染料标记和体外标记方法相同,常用的有 Cy3、Cy5、Cy5.5 及 Cy7,可以标记抗体、多肽、小分子药物等; ③量子点标记:量子点(quantum dot) 是一种能发射荧光的半导体纳米微晶体,是由 查看更多>
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查了有关文献:

1.2.5裸鼠皮下移植瘤模型的建立


裸鼠,6~7周龄,体重(20±2)g,雌性。取对数生长期的A549细胞和A549-luc细胞制备单细胞悬液,PBS调整细胞浓度为2.5×107/mL。经台盼蓝染色测定细胞活性后,取200μL悬液接种于裸鼠右背侧近腋部皮下,共接种3只。采用美国精诺真活体成像系统(IVIS200)观测皮下肿瘤细胞的生长情况。观测前每只鼠腹腔注射150μL30mg/mL荧光素底物,注射后10~25min进行活体成像。每周1次,连续4周。


1.2.6SCID鼠尾静脉移植瘤模型的建立


SCID小鼠,6~7周龄,体重为(20±2)g,雌性。取对数生长期A549细胞和A549-luc细胞制备单细胞悬液,PBS调整细胞浓度至2.5×107/mL。经台盼蓝染色测定细胞活性后,取200μL悬液尾静脉注射SCID鼠,共接种3只。采用美国精诺真活体成像系统(IVIS200)观测体内肿瘤的生长和转移情况。观测前每只鼠腹腔注射150μL30mg/mL荧光素底物,注射后10~25min进行活体成像。每3天1次,连续观察4周。

但是,我想问一下,这个活体成像的话,用哪种方式建模更好呢。活体成像一般是怎样收费的?图片出来的话,一般选取哪几个点弄比较好呢?谢谢大家!

国内唯一一家具有完全自主知识产权的分子影像设备制造商广州中科恺盛医疗科技有限公司http://www.caskaisheng.com/
活体动物体内光学成像主要采用生物发光与荧光两种技术。生物发光是用荧光素酶基因(
Luciferase

标记细胞或
DNA
,而荧光技术则采用绿色荧光蛋白、红色荧光蛋白等荧光报告基因和
FITC

Cy5

C
y7
等荧光素及量子点
(quantumdot

QD)
进行标记。

小动物活体成像技术是采用高灵敏度制冷
CCD
配合特制的成像暗箱和图像处理软件,使得可以直接监
控活体生物体内的细胞活动和基因行为。实验者借此可以观测活体动物体内肿瘤的生长及转移、
感染性
疾病发展过程、特定基因的表达等生物学过程。

由于具有更高量子效率
CCD
的问世,使活体动物体内光学成像技术具有越来越高的灵敏度,对肿瘤微
小转移灶的检测灵敏度极高;另外,该技术不涉及放射性物质和方法,非常安全。因其操作极其简单、
所得结果直观、
灵敏度高、
实验成本低等特点,
在刚刚发展起来的几年时间内,
已广泛应用于生命科学、
医学研究及药物开发等方面
显微注射系统及配套仪器、小动物活体可见光成像系统、细胞融和仪、电穿孔仪、程序降温仪、桌面培养箱、二氧化碳培养箱、程序冷冻盒、高速离心机、高速冷冻离心机(急需报价)
我们实验室买的赛智的MiniChemi 610不错,我们和隔壁实验室的GE AI600做过平行测试,灵敏度不分上下。操作也很方便 ,要是在北京,你们可以到我们实验室来看看。
有几个问题,很弱,
1、有那些品牌的可以选择?我了解的大概有GE、kodak、CRi。还有其他的厂商吗?都有些什么型号。各有什么特点。
2、询价,各个型号的价钱是多少?
3、从敲定到拿到货能用的时间大约是多少?
ozzy lusth_123
xinboyu2021-07-20
我准备把用荧光素酶标记的干细胞移植到小鼠体内,不知青岛哪有小动物活体荧光成像系统?
我实验急需活体荧光蛋白成像系统,请问国内哪里有啊,成都有吗,谢谢
佳能摄像机日产ivis DC200对应的中国型号好像是(DC210),你看看这个是不是,PDF中文说明书,直接下载就可以!!/soft/manualdown.asp?softid=12510
小动物活体荧光成像技术在国内外得到越来越的普及应用,越来越多的科研人员希望能通过该技术来长时间追踪观察活体动物体内肿瘤细胞的生长以及对药物治疗的反应,希望能观察到荧光标记的多肽、抗体、小分子药物在体内的分布和代谢情况。
与传统技术相比,活体荧光成像技术不需要杀死动物,可以对同一个动物进行长时间反复跟踪成像,既可以提高数据的可比性,避免个体差异对试验结果的影响;又可以了解标记物在动物体内的分布和代谢情况,避免传统体外实验方法的诸多缺点;特别是还可以用原生态的方法来研究问题,即研究对象不需要先行标记,其后用荧光标记物来研究其行为,观察结果真实可靠。
那如何选择自己最合适的活体荧光成像系统呢?本文试从以下几点来进行分析。

1、 荧光标记的选择
活体荧光成像技术主要有三种标记方法:荧光蛋白标记、荧光染料标记和量子点标记。荧光蛋白适用于标记肿瘤细胞、病毒、基因等。通常使用的是GFP、EGFP、RFP(DsRed)等。荧光染料标记和体外标记方法相同,常用的有Cy3、Cy5、Cy5.5及Cy7,可以标记抗体、多肽、小分子药物等。量子点标记作为一种新的标记方法,是有机荧光染料的发射光强的20倍,稳定性强100倍以上,具有荧光发光光谱较窄、量子产率高、不易漂白、激发光谱宽、颜色可调,并且光化学稳定性高,不易分解等诸多优点。量子点是一种能发射荧光的半导体纳米微晶体,尺寸在100nm以下,它可以经受反复多次激发,而不像有机荧光染料那样容易发生荧光淬灭。
但是不同荧光波长的组织穿透力不同,如图1所示,各种波长的光对小鼠各种器官的透过率,都在波长>600nm时显著增加。而如图2所示,在650nm-900nm的近红外区间,血红蛋白、脂肪和水对这些波长的光的吸收都保持在一个比较低的水平。因而,选择激发和发射光谱位于650nm-900nm的近红外荧光标记(或至少发射光谱位于该区间),更有利于活体光学成像,特别是深层组织的荧光成像。(推荐文献: Nature Method, 2005, 2: 12 如何选择合适的荧光蛋白; Science, 2009, 324: 804 钱永建教授研究成果-近红外荧光蛋白,非常适合活体荧光成像)。

2、 活体荧光成像CCD的选择
选择适当的CCD镜头,对于体内可见光成像是非常重要的。如何选择活体荧光性价比最高的CCD呢?CCD有一些重要的参数:
1) CCD 像素。CCD像素决定成像的图片质量,像素越高,成像质量越好。由于荧光背景光较强,产生非特异性杂光干扰明显,需要配有高分辨率CCD的相机。
2) 前照式还是背照式CCD。一般而言,背照式CCD具有更高的量子效率,但是只有在检测极弱光信号优势明显(如活体生物发光成像),但在强光检测中与前照式CCD无本质差别,还更容易光饱和,并且其成本较高的弱势使其不属于荧光检测常规要素。
3) CCD 温度。制冷CCD分为两种:恒定低温制冷CCD和相对低温制冷CCD。恒定低温制冷CCD拥有稳定的背景,可以进行背景扣除;而相对低温制冷CCD由于背景不稳定,一般不能进行有效的背景扣除。CCD制冷温度越低,产生的暗电流越小,如图3所示,当制冷温度达到-29℃时,产生的暗电流已经低至0.03e/pixel/s。由于仪器自身产生的噪音主要由暗电流热噪音和CCD读取噪音组成,而目前CCD读取噪音最低只能降至2e rms;因而更低温度的CCD并不能明显的降低背景噪音,而成本却极大提高。
4) CCD 读取噪音和暗电流。CCD读取噪音和暗电流热噪音是成像系统产生背景噪音的主要因素,但是 在荧光成像中,最主要的背景噪音却是来自于荧光背景光。荧光成像信噪比的改善主要依赖于荧光背景光的有效控制和背景扣除技术(图4)。

3 、自发荧光的干扰
在活体荧光成像中,动物自发荧光一直困扰着科研工作者。在拥有激发光多光谱分析功能的活体成像系统出现以前,科学家们被迫采取各种方法来减少动物自发荧光,比如:采用无荧光素鼠粮饲养小鼠、使用裸鼠等。现在,拥有激发光多光谱分析功能的活体成像系统,能够轻松进行荧光信号的拆分,如图5,食物、膀胱、毛发和皮肤的自发荧光能够被有效的区分和剥离。激发光多光谱分析也可用于多重荧光标记检测,实现一鼠多标记,降低实验成本,并有效提高数据的可比性。

4、 荧光信号的准确定位

如图6所示,如果信号和靶标100%重合,这是科学家所追求的;但是,如果信号并不和靶标重合,而又误以为正确定位时,这是科学的噩梦。也许,一个错误定位的信号,比没有信号更加糟糕!
而同时拥有结构成像(如X光、MRI)和功能成像功能(如荧光、发光、同位素)的多功能活体成像系统,则让您摆脱困境,准确定位荧光信号。如图7所示,小鼠的X成像经过胃肠造影,可清晰地获得胃肠的形状和位置,将荧光信号和X光叠加,荧光和胃肠重合,可准确判定荧光定位在胃肠。
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◆ 提供最好的重现性
◆ 根据不同发射波长要求,采取了五位滤片轮设计,由软件控制滤光片的变换
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作用:
小动物活体成像
肿瘤研究
癌症研究
心脏病
基因治疗
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